Hydratation de l'ADN

Parmi tous les polymère hydratés de la cellule l’ADN est sûrement celui qui retient le plus d’eau (environ 95 pds% sous sa forme B). La vision de cette belle double hélice support de l’information génétique complètement anhydre sans sa gaine d’eau hante les livres de biologie et donne l’illusion que l’eau ne joue que le rôle de bouche-trou. La réalité est tout autre, car pour lier les nucléosides entre eux, l’ADN utilise des ions phosphate négativement chargés. Chaque nouveau nucléotide amenant deux charges négatives, la molécule d’ADN aurait bien peu de chances de s’auto-assembler s’il n’existait pas un mécanisme de neutralisation de cette charge. Combien de biologistes savent que la durée de vie d’une double hélice toute nue sans eau ni compensateur de charges est d’à peine 50 ps dans le vide [1]?

Parler d’auto-assemblage sans invoquer l’eau stabilisatrice et véritable génératrice de la structure en double hélice n’est pas très sérieux. En fait, ce n’est pas une couche d'eau qu’il faut pour stabiliser la double hélice d’ADN mais au moins 2 couches successives [2] coopérant intimement avec des ions Mg²⁺ pour arriver à neutraliser efficacement l’effroyable densité de charge négative associée à l’énorme poids moléculaire (≈ 7 GDa) de cette molécule. La figure suivante montre en effet l'importance cruciale du magnésium pour la neutralisation de la charge de la molécule d'ADN:

Il est de plus possible aujourd’hui de cristalliser non seulement les protéines mais également l’ADN et les méthodes de diffraction des RX sur ces cristaux ont été tellement perfectionnées qu’il est possible de voir ces fameuses couches d’hydratation qui présentent une activité de l’eau très différente de celle de l’eau liquide ou des solutions aqueuses diluées. Pour l’ADN par exemple, on trouve que l’eau s’insinue partout où elle peut dans la double hélice avec des zones sans aucun ordre particulier et des zones présentant des arrangement polygonaux avec une prédominance de pentagones [3]:

Grâce à l’excellente résolution, on a pu ainsi établir qu’autour d’un duplex nonamérique d(GCGAATTCG) de 433 atomes, on trouvait 187 molécules d’eau dont 151 bien ordonnées, 7 ions magnésium et 1 ion chlorure, soit un taux d’hydratation de 39 pds%. Il est toutefois important de signaler qu’in vivo ou en solution, l’ADN n’est en aucun cas dans un environnement cristallin et que toutes ces structures vues par diffraction des rayons X ne préjugent en rien de la structure réelle de l’ADN intracellulaire. Des mesures d’activité de l’eau au contact de l’ADN on ainsi montré qu’il était impossible de descendre en dessous de a_W = 0,02 correspondant à une enthalpie d’hydratation de l’ordre de -25 kJ·mol^-1 et que cette enthalpie reste négative jusqu’à a_W = 0,92 [4].

 Il est donc impossible de déshydrater complètement l’ADN, il restera toujours au moins 4 molécules d’eau par paire de base (20 pds%) tandis qu’à l’autre extrémité l’ADN peut se gorger d’eau sans limite [5].

 Pour une activité de l’eau a_W = 0,62, on trouve 10 molécules par paire de base (23 pds%), la transition ADN-A ⇄ ADN-B est observée pour a_W = 0,80, soit 20 molécules d’eau par paire de base (37 pds%) et au delà de a_W = 0,92, soit 35 molécules par paire de base (51 pds%), le temps d’équilibrage devient extrêmement long. Sur le plan dynamique, le temps moyen de résidence de la molécule d’eau autour de l’ADN est de 18 ps pour un taux d’hydratation de 24 pds% et tombe à 10 ps pour un taux d’hydratation de 71 pds% [6].

 Ces valeurs sont d’un ordre de grandeur supérieure au temps de résidence diffusionnel mesuré dans l’eau pure qui est de 1,25 ps à T = 20°C et correspondrait plutôt à celui mesuré dans une eau sur-fondue en dessous de -17°C [7].

Références

[1] Gerstein M., Levitt M., «Simulating water and the molecules of life», Sci. Amer., Nov. (1998), 101-105.
[2] Ruffle S. V., Michalarias. I.,  Li J.-C., Ford R.C., «Inelastic neutron scattering studies of water interacting with biological membranes», J. Am. Chem. Soc., 124 (2002) 565-569.
[3] Soler-Lopez M., Malinina L., Subinara J.A ., «Solvent organisation in an oligonucleotide crystal», J. Biol. Chem., 276 (2000) 23034-23044.

[4] Leal C., Wadsö L., Olofsson G., Miguel M., Wennerström H., «The hydration of DNA-amphiphile complex», J. Phys. Chem. B, 108 (2004) 3044-3050.

[5] Clark G. R., Squire C. J., Baker L. J., Marti R. F., White J., «Intermolecular interactions and water structure in a condensed phase B-DNA crystal», Nucl. Acids Res., 28 (2000) 1259-1265.

[6] Beta I. A., Michalarias I., Ford R. C., Li J.-C., Bellissent-Funel M.-C., «Quasi-elastic neutron scattering study of hydrated DNA», Chem. Phys., 292 (2003) 451-454.

[7] Teixeira J., Bellissent-Funel M.-C., Chen D. H., Dianoux A. J., «Experimental determination of the nature of diffusion motions of water molecules at low temperatures», Phys. Rev. A, 31 (1985) 1913-1917.